L'élimination astrocytaire de l'APOE4 confère une protection cérébrovasculaire malgré une augmentation de l'angiopathie amyloïde cérébrale

Neurodégénérescence moléculaire volume 18, Numéro d'article : 17 (2023) Citer cet article

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La maladie d'Alzheimer (MA) et l'angiopathie amyloïde cérébrale (CAA) sont toutes deux caractérisées par une accumulation d'amyloïde-β (Aβ) dans le cerveau, bien que l'Aβ se dépose principalement dans le parenchyme cérébral dans la MA et dans le système vasculaire cérébral dans la CAA. La présence de CAA peut exacerber les résultats cliniques des patients atteints de MA en favorisant une hémorragie intracérébrale spontanée et une ischémie entraînant un déclin cognitif associé à la CAA. Génétiquement, AD et CAA partagent l'allèle ε4 du gène de l'apolipoprotéine E (APOE) comme facteur de risque génétique le plus puissant. Bien que d'énormes efforts se soient concentrés sur la découverte du rôle de l'APOE4 sur la pathogenèse de la plaque parenchymateuse dans la MA, des études mécanistes étudiant le rôle de l'APOE4 sur la CAA font encore défaut. Ici, nous avons examiné si l'abolition de l'APOE4 générée par les astrocytes, les principaux producteurs d'APOE, est suffisante pour améliorer la CAA et les lésions vasculaires associées à la CAA.

Nous avons généré des souris transgéniques qui ont déposé à la fois du CAA et des plaques dans lesquelles l'expression d'APOE4 peut être sélectivement supprimée dans les astrocytes. À l'âge de 2 mois, un moment précédant la CAA et la formation de la plaque, APOE4 a été retiré des astrocytes de souris knock-in 5XFAD APOE4. Les souris ont été évaluées à l'âge de 10 mois pour la plaque Aβ et la pathologie CAA, la gliose et l'intégrité vasculaire.

La réduction des niveaux d'APOE4 dans les astrocytes a déplacé le dépôt d'Aβ fibrillaire du parenchyme cérébral vers le système vasculaire cérébral. Cependant, malgré l'augmentation de la CAA, l'élimination de l'APOE4 astrocytaire a réduit la gliose globale médiée par Aβ et a également entraîné une augmentation de l'intégrité et de la fonction cérébrovasculaire dans les vaisseaux contenant de la CAA.

Dans un modèle murin de CAA, la réduction de l'APOE4 dérivée spécifiquement des astrocytes, malgré l'augmentation du dépôt d'Aβ fibrillaire dans le système vasculaire, est suffisante pour réduire la gliose médiée par l'Aβ et le dysfonctionnement cérébrovasculaire.

L'angiopathie amyloïde cérébrale (CAA) et la maladie d'Alzheimer (MA) sont cliniquement distinctes mais partagent des caractéristiques moléculaires et génétiques qui se chevauchent. Par exemple, le premier marqueur pathologique détectable des deux maladies neurodégénératives comprend l'accumulation d'amyloïde-β (Aβ). L'Aβ se dépose dans le système vasculaire cérébral sous forme de CAA et de plaques neuritiques dans la MA, bien que la CAA coexiste dans 85 à 95 % des cerveaux post-mortem de la MA [1]. Les manifestations cliniques sont cependant disparates : les formes agrégées hyperphosphorylées de tau sont associées à une atrophie corticale fortement corrélée aux performances cognitives dans la MA [2, 3], tandis que les saignements et l'ischémie associés à la CAA entraînent un dysfonctionnement des vaisseaux [4] qui accélère les troubles cognitifs dans les cas AD et non-AD [5,6,7]. En plus d'augmenter les risques d'hémorragies intracérébrales, la toxicité vasculaire de l'Aβ compromet l'unité neurovasculaire [8] en rendant les cellules vasculaires insensibles aux événements physiologiques [9] et en altérant le drainage périvasculaire [10], ce qui peut aggraver la progression de la MA.

Malgré différents mécanismes par lesquels la CAA et la MA exacerbent la pathologie médiée par Aβ, la CAA et la MA partagent un facteur de risque génétique important qui augmente la prévalence et la gravité des deux maladies. L'apolipoprotéine E (APOE) joue un rôle essentiel dans le transport des lipides [11], bien que l'allèle ε4 du gène APOE soit préjudiciable à la fois pour la CAA [5, 12, 13, 14, 15] et AD [16, 17] en améliorant pathogéniquement Agrégation Aβ et altération de la clairance Aβ [18, 19]. Cette clairance altérée favorise un cycle d'auto-renforcement qui dépose davantage d'Aβ le long des vaisseaux et dans le parenchyme pour aggraver la MA et la CAA [10, 20, 21]. De plus, l'APOE est un constituant majeur à la fois de la CAA [22] et des plaques [22,23,24]. L'APOE est nécessaire au développement de la CAA et est un contributeur clé à la formation de plaques parenchymateuses fibrillaires [25, 26]. APOE4 présente également des effets Aβ-dépendants et indépendants [27] sur la vascularisation cérébrale en réduisant le flux sanguin cérébral [28, 29] et en augmentant la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique (BBB) ​​[30, 31, 32]. Bien qu'il existe certainement une relation entre APOE et CAA sur le dysfonctionnement cérébrovasculaire, les mécanismes sous-jacents restent flous.

Dans le système nerveux central (SNC), les astrocytes sont les principaux producteurs d'APOE, bien que la microglie réactive [33, 34], les neurones lésés [35] et certaines cellules murales vasculaires [36, 37] génèrent également de l'APOE. Les astrocytes exprimant APOE4, avec ou sans lésion de maladies telles que CAA, subissent un remodelage transcriptionnel, morphologique et fonctionnel important dans un état pathologique marqué par une perte de fonction physiologique [38,39,40,41,42,43,44, 45,46]. La suppression sélective de l'APOE4 des astrocytes restaure les astrocytes et d'autres cellules du SNC à un état plus "homéostatique", qui offre une protection contre la progression de la maladie dans les modèles murins d'amylose [47, 48] et de tauopathie [49]. Les deux études dans lesquelles l'APOE4 astrocytaire a été retirée ont détecté une diminution de la microglie réactive, qui est probablement associée à une diminution globale de l'inflammation du SNC et, par conséquent, à la promotion de la neuroprotection. De plus, Aβ ou tau pathogènes ont également été réduits, bien que la CAA ait été à des niveaux très faibles à indétectables dans ces modèles et n'ait donc pas été quantifiée. Dans une autre étude, l'élimination de l'APOE4 astrocytaire chez des souris autrement non transgéniques était suffisante pour fournir une certaine protection contre la BHE [50]. Compte tenu du rôle critique des astrocytes dans des conditions basales et des effets néfastes de l'allèle ε4 de l'APOE sur la CAA et la vascularisation cérébrale, nous avons émis l'hypothèse que la réduction de l'expression de l'APOE4 dans les astrocytes dans un modèle de souris CAA améliorerait le système vasculaire dépendant et/ou indépendant de la CAA. dommage. Pour répondre à cette hypothèse, nous avons utilisé des souris transgéniques inductibles Aldh1l1-Cre/ERT2 BAC [51] croisées avec des souris 5XFAD (lignée 7031) [52] exprimant l'APOE4flox/flox humain [53], un modèle avec CAA étendu, pour supprimer sélectivement l'expression de l'APOE4. dans les astrocytes lors de l'administration de tamoxifène. En plus de déterminer si l'élimination de l'APOE4 des astrocytes protège le système vasculaire cérébral, nous avons également exploré les contributions de l'APOE4 astrocytaire sur la formation et la progression de la CAA.

Toutes les études sur les animaux menées ont respecté les protocoles du comité institutionnel de protection et d'utilisation des animaux (IACUC) approuvés par le comité des études sur les animaux de l'Université de Washington à St. Louis. Des souris 5XFAD (lignée Tg7031), un cadeau de R. Vassar de la Northwestern University [52], ont été croisées sur plusieurs générations avec des souris APOE4flox/flox [53] pour générer des souris 5XFAD APOE4flox/flox. Des souris Aldh1l1-Cre/ERT2 (Jackson Laboratories, Stock No. 031008) ont également été croisées avec des souris APOE4flox/flox pendant plusieurs générations pour générer des souris Aldh1l1-Cre/ERT2 APOE4flox/flox. Pour générer des souris 5XFAD Aldh1l1-Cre/ERT2 APOE4flox/flox, des mâles 5XFAD APOE4flox/flox ont été croisés avec des femelles Aldh1l1-Cre/ERT2 APOE4flox/flox. Nous désignons les souris portant les gènes 5XFAD et Aldh1l1-Cre/ERT2 par "5X+AL+" et leurs compagnons de portée sans le gène Aldh1l1-Cre/ERT2 par "5X+AL-". Les compagnons de portée sans le transgène 5XFAD sont désignés comme des souris "5X-". Toutes les souris ont été hébergées selon un cycle lumière/obscurité normal de 12 h avec libre accès à la nourriture et à l'eau. Il n'y avait pas de différences de sexe entre les mâles et les femelles et le nombre de souris utilisées peut être trouvé dans les légendes des figures.

Le tamoxifène a été préparé frais tous les mois en le dissolvant dans de l'huile de maïs à 20 mg/mL sur un agitateur à 37 °C pendant au moins 12 h. À l'âge de 2 mois, toutes les souris des groupes expérimentaux ont reçu une injection quotidienne de tamoxifène (200 mg/kg, intrapéritonéale) pendant cinq jours consécutifs. Le traitement au tamoxifène a induit une combinaison cre pour réduire l'expression d'APOE4 dans les astrocytes.

Les souris ont d'abord été anesthésiées avec Fatal-Plus (200 mg / kg, intrapéritonéal) puis perfusées avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) réfrigérée contenant 0, 3% d'héparine. Un hémi-cerveau a été fixé dans du paraformaldéhyde froid à 4 % (PFA) pendant 24 h, puis cryoprotégé avec du saccharose à 30 % à 4 °C pour l'histologie. L'autre hémisphère a été disséqué dans les cortex antérieur et postérieur et congelé pour des analyses biochimiques et de transcrit génique.

Les hémicerveaux fixés dans du PFA à 4 % ont été sectionnés par voie coronale sur un microtome de congélation (Leica) à 30 µm et stockés à -20 °C dans une solution cryoprotectrice (0,2 M PBS, 15 % de saccharose, 33 % d'éthylène glycol).

La coloration immunofluorescente a été réalisée comme décrit précédemment [54]. En bref, deux cerveaux Sects. (espacés de 180 µm) ont d'abord été perméabilisés dans une solution saline tamponnée au Tris (TBS) contenant 0,25 % de Triton-X100 (TBS-X), puis bloqués à l'aide de 3 % de sérum dans du TBS-X. Les tranches de cerveau ont été incubées pendant une nuit dans un anticorps primaire dilué dans du sérum à 1 % dans du TBS-X à 4 °C. Les anticorps primaires comprennent : l'anticorps biotinylé HJ3.4 pour l'Aβ1–13 humain (produit en interne, 2 µg/mL), l'Aβ40 de lapin (Thermo Fisher, 44 136, 1 : 500), l'Aβ42 de lapin (Thermo Fisher, 700 254, 1 : 500 ), anticorps APOE de lapin (Cell signaling, #13,366, 1:500), GFAP biotinylé pour astrocytes (Sigma-Aldrich, MAB3402B, 1:1000), lapin Iba1 (Wako, 019–19,741, 1:5000), fibrinogène de lapin ( Abcam, ab34269, 1:1000) et LAMP1 de rat (Developmental Studies Hybridoma Bank, #1D4B, 1:400). Le lendemain, les coupes ont été colorées pendant 1 h avec des anticorps secondaires (1:1000) contre les anticorps primaires. Le colorant X34 (Sigma-Aldrich, SML1954, 1:5000) a été utilisé pour marquer les plaques amyloïdes et le CAA. Pour la coloration X34, des coupes de cerveau flottant librement ont été lavées (3 x 5 min) et perméabilisées dans du TBS-X pendant 30 min. Les tissus cérébraux ont ensuite été incubés avec une solution de travail X34 (X34 a été ajouté à une dilution de 1:5000 à 40% d'éthanol dans un tampon TBS, le pH a été ajusté avec du NaOH à une dilution de 1:500). Après 20 min d'incubation, les coupes ont été décolorées avec du tampon de lavage X34 (éthanol à 40 % dans du TBS, 3 x 2 min) puis lavées avec du TBS (3 x 5 min). Si des anticorps primaires ont été utilisés, les coupes ont été soumises à une étape de blocage du sérum comme mentionné ci-dessus. Pour la coloration Aβ40 et Aβ42, les sections ont d'abord été incubées dans de l'acide formique à 88% avant la coloration.

L'imagerie par immunofluorescence sur des coupes de tissu cérébral fixes a été réalisée à 10X sur le lecteur d'imagerie Biotek Cytation 5 (Figs. 2a, f, 4a, f, 5a (panneaux de gauche), 6a), 20X sur le Leica Thunder Imager DMi8 (Figs. 3e, m, S3a, S5a), ou objectif à huile 40X sur le microscope confocal Leica Stellaris 5 à une résolution de 1024 × 1024 pixels (Figs. 4c, h, 5a (panneaux de droite), S4a). Les images ont été analysées sur le logiciel Fiji (ImageJ) 1.52v. Pour la couverture de surface par coloration fluorescente, un seuil unique a été défini pour toutes les images afin de déterminer le pourcentage de couverture de surface dans le cortex recouvrant l'hippocampe. Le CAA et l'Aβ vasculaire ont été différenciés des plaques parenchymateuses en fonction de la morphologie. La CAA dans ce modèle apparaît comme un dépôt d'amyloïde en forme de bande transversale sur des structures qui ont été déterminées morphologiquement comme étant des vaisseaux sanguins piaux ou pénétrants. La section transversale de CAA a une apparence mince en forme d'anneau où le centre est creux. Les plaques parenchymateuses sont généralement sphériques et souvent compactes. Pour valider que cette évaluation de la CAA et des plaques par morphologie était exacte, nous avons co-coloré des souris 5XFAD APOE4flox/flox pour X34 et CD31 pour les cellules endothéliales. Nous avons confirmé que ce que nous identifiions comme les vaisseaux X34+ CAA étaient CD31+ tandis que les plaques parenchymateuses X34+ étaient CD31−, validant ainsi que nous pouvons distinguer les vaisseaux CAA des plaques parenchymateuses avec une grande confiance. Pour l'analyse de colocalisation, la colocalisation de l'APOE avec la microglie ou les astrocytes a été réalisée à l'aide du calculateur d'image intégré ET de l'opérateur. Le pourcentage de colocalisation entre les deux canaux (APOE et microglie, APOE et astrocytes) a été normalisé à la plaque ou à la zone CAA. L'analyse de colocalisation des vaisseaux CAA individuels a été réalisée principalement dans des vaisseaux d'environ 20 µm. Pour quantifier le nombre d'astrocytes ou de microglies entourant le CAA ou les plaques, des images contenant uniquement du CAA ou une plaque fibrillaire ont été prises à partir de régions corticales recouvrant l'hippocampe de n = 8 à 10 souris par groupe. Le nombre d'astrocytes ou de microglies entourant le CAA ou la plaque a été compté manuellement et normalisé à la taille du CAA ou de la plaque. Les images contenant une pathologie mixte CAA/plaque où le CAA et les plaques ont été co-déposés n'ont pas été utilisées car les effets spécifiques au CAA ou à la plaque n'ont pas pu être distingués. Pour la quantification de LAMP1 autour des plaques ou CAA, nous avons déterminé le pourcentage de surface couverte par LAMP1 autour des plaques individuelles ou des vaisseaux CAA et avons normalisé ces valeurs au pourcentage de surface couverte par les plaques X34+ ou CAA, respectivement. Pour cette analyse, nous avons évalué six vaisseaux ou plaques CAA par souris et fait la moyenne de ces valeurs pour un réplicat biologique. Les images ont été traitées et analysées en aveugle aux conditions expérimentales.

La coloration des dépôts d'hémosidérine a été réalisée comme décrit précédemment avec des modifications mineures [54]. Huit sections de cerveau espacées de 180 µm ont été incubées dans du ferrocyanure de potassium à 2 % (P3289 ; Sigma-Aldrich) dans de l'acide chlorhydrique à 2 % pendant 30 min. Des coupes de cerveau ont été imagées avec un scanner de diapositives Nanozoomer 2.0-HT à un grossissement de 40 ×. Les quantifications de la taille et du nombre de microhémorragies ont été réalisées en traçant manuellement les dépôts d'hémosidérine + à l'aide du logiciel NDP.View2. Les analyses et les tracés ont été réalisés par des investigateurs aveugles au traitement.

L'imagerie vasculaire en direct pour la fonction cérébrovasculaire a été réalisée comme décrit précédemment avec des modifications mineures [54]. Pour prélever des gaz sanguins, une artère fémorale a été canulée (Nova Biomedical, BioProfile pHOx Analyzer) sous anesthésie à l'isoflurane (4 % d'induction, 1,5 % d'entretien). Une trachéotomie a été réalisée pour une ventilation mécanique (Harvard Apparatus, MiniVent Ventilator) complétée par un débit de 0,5 % d'O2 à 100 %. Pour visualiser les vaisseaux leptoméningés au microscope à fluorescence, de la fluorescéine-dextrane (Life Technologies, D1823, 150 uL à 12,5 mg/mL) a été injectée de manière rétro-orbitale. L'isoflurane est un vasodilatateur, par conséquent, les souris ont été sevrées de l'isoflurane et à la place anesthésiées avec du pentobarbital (ip, 1,35 mL/kg à partir de la solution mère de 50 mg/mL pour la première dose, 0,70 mL/kg pour les doses suivantes) pendant l'imagerie en direct. Ensuite, une craniotomie a été réalisée en fixant des souris à un dispositif stéréotaxique sur mesure (Instrument Machine Shop à la Washington University School of Medicine) et en retirant l'os pariétal droit (4 mm de diamètre). La fenêtre a été baignée dans du liquide céphalo-rachidien artificiel (aCSF, en mM : 125 NaCl, 26 NaHCO3, 1,25 NaH2PO4, 2,5 KCl, 1 MgCl2, 1 CaCl2 et 25 mM de glucose). Le CAA sur les vaisseaux piaux a été marqué avec le colorant X34. Les artères piales ont été imagées à l'aide du système de microscopie vidéo numérique Nikon Eclipse 600ME (Nikon Instruments Inc.) à 20 × avec des lentilles à immersion dans l'eau à 1024 × 1024 pixels à l'aide du logiciel d'imagerie MetaMorph version 7.10.2 (Molecular Devices). Le vasodilatateur dépendant des cellules musculaires lisses vasculaires S-Nitroso-N-acétyl-pénicillamine (SNAP; Sigma-Aldrich, N3398, 50 μM) a été appliqué localement sur la fenêtre pendant 5 min. Les images ont été analysées avec le plug-in du logiciel ObjectJ version 1.04q à Fidji (ImageJ) et les diamètres de segments de vaisseaux de 6 à 8 ~ 30 µm de longueur ont été mesurés. Les données ont été calculées en pourcentage de changement vasodilatateur par rapport au départ. Les segments de vaisseau d'un vaisseau ont été moyennés et analysés en tant que répétition biologique individuelle. Les données ont été générées à partir de 9 vaisseaux chez 4 souris (5X+AL-) et 6 vaisseaux chez 3 souris (5X+AL+), avec pas plus de deux vaisseaux d'une souris.

Le protocole d'extraction des lysats tissulaires et de détection de l'Aβ humain (55) ou de l'APOE [49] a déjà été décrit en détail. Des échantillons de tissu cortical de souris (~ 15 mg) ont été séquentiellement homogénéisés avec du PBS pré-refroidi et un tampon de guanidine 5 M en présence d'inhibiteur de protéase (Roche, 11 697 498 001) et d'inhibiteur de phosSTOP (Roche, 04 906 845 001). Après avoir ajouté des billes magnétiques (Next Advance, ZrOB05) et 20 µl de PBS/1 mg de tissu, les tissus ont été homogénéisés pendant 45 s sur un homogénéisateur à billes (Next Advance, Bullet Blender Strom 24) au réglage 3. Ensuite, les homogénats ont été centrifugés pendant 30 min à 15 000 tr/min à 4 °C. Le surnageant a été recueilli sous forme de fraction soluble dans le sel de PBS. Ensuite, le même volume de tampon guanidine a été ajouté au culot et homogénéisé à nouveau au réglage 8 pendant 3 min. Les homogénats ont été mis en rotation pendant 1 h à température ambiante, suivi d'une centrifugation pendant 30 min à 15 000 tr/min à 4 °C. Enfin, le surnageant a été recueilli en tant que fraction soluble dans la guanidine ("insoluble"). Les deux fractions ont été stockées à -80°C jusqu'à leur utilisation ultérieure. Les niveaux d'Aβ40, d'Aβ42 et d'APOE dans du PBS et des fractions de guanidine 5 M ont été mesurés par ELISA sandwich et normalisés au poids du tissu. Pour Aβ40, l'anti-Aβ35-40 HJ2 (maison) a été utilisé comme anticorps de capture et l'anti-Aβ13-18 HJ5.1 biotinylé (maison) a été utilisé comme anticorps de détection. Pour Aβ42, l'anti-Aβ37-42 HJ7.4 (maison, monoclonal de souris) était l'anticorps de capture et l'anti-Aβ13-18 HJ5.1 biotinylé (maison, monoclonal de souris) était l'anticorps de détection. L'anticorps de revêtement pour l'APOE humaine était HJ15.3 (maison, monoclonal de souris) et l'anticorps de capture était HJ15.7-biotinylé (maison, monoclonal de souris) [53].

Des coupes immunofluorescentes contenant X34 et GFAP ont été imagées sur le microscope confocal Leica Stellaris 5 (objectif à huile 40 ×, résolution de 1024 × 1024 pixels). Des images contenant exclusivement de la CAA ou des plaques fibrillaires (pas de mélange de pathologie plaque/CAA) des régions corticales recouvrant l'hippocampe ont été utilisées pour cette analyse. Simple Neurite Trace (SNT ; outil open source de plug-in ImageJ) a été utilisé pour reconstruire des tonnelles bidimensionnelles de processus astrocytaires GFAP + afin de générer des lectures morphologiques, y compris la taille (coque convexe), le nombre de processus, la somme totale des processus longueur, nombre de points de processus et la durée moyenne du processus. Quatre à cinq astrocytes ont été choisis au hasard dans deux sections de chaque souris et n'avaient pas de processus qui touchaient une autre cellule ou étaient tronqués.

L'ARN a été extrait du tissu cortical antérieur congelé avec le kit RNeasy Mini (Qiagen) et converti en ADNc à l'aide du kit ARN-à-ADNc selon les instructions du fabricant. En collaboration avec Genome Technology Access Core de l'Université de Washington, l'expression génique a été réalisée avec le système de PCR en temps réel Fluidigm Biomark HD à l'aide d'amorces Taqman. L'expression relative des gènes a été normalisée à Actb.

GraphPad Prism 9.5.0 a été utilisé pour les analyses statistiques. Comme indiqué dans les légendes des figures, les données sont présentées sous forme de moyenne ± écart type (SD) pour les tailles de groupe inférieures à 10 ; sinon, les données sont présentées sous forme de moyenne ± erreur standard de la moyenne (SEM). Aucune autre comparaison statistique n'était significative, sauf indication contraire. La signification statistique entre deux groupes a été calculée à l'aide d'un test t de Student non apparié (bilatéral). Si les données avaient des variances inégales, un test t avec correction de Welch a été utilisé.

Pour obtenir la suppression spécifique des astrocytes de l'APOE4 dans un modèle de souris avec CAA mixte et pathologie de la plaque, nous avons généré des souris transgéniques APOE4flox/flox 5XFAD (lignée 7031) avec (5X+AL+) ou sans (5X+AL-) l'Aldhl1l-Cre /gène ERT2 [51,52,53]. La recombinaison médiée par Cre pour éliminer l'expression de l'APOE4 des astrocytes a été obtenue via cinq jours consécutifs de traitement intrapéritonéal (ip) au tamoxifène chez des souris 5X + AL + ou 5X + AL- âgées de 2 mois, un moment précédant le développement de la plaque / CAA (Fig. 1a). Le traitement au tamoxifène a entraîné une réduction robuste de l'ARNm cortical APOE4 (Fig. 1b) et des protéines (Fig. 1c, d) chez des souris 5X + AL + âgées de 10 mois. Il n'y avait aucun effet sexuel sur l'ARNm APOE4 (Figure S1a) et les niveaux de protéines (Figure S1b, c) avant ou après l'administration de tamoxifène.

La recombinaison Cre induite par le tamoxifène réduit à la fois l'ARNm et la protéine APOE. a Chronologie schématique du traitement au tamoxifène (5 injections quotidiennes à 200 mg/kg) chez 5XFAD (ligne 7031) x APOE4flox/flox (5X+AL-) ou 5XFAD (ligne 7031) x APOE4flox/flox x Aldhl1l- Souris Cre/ERT2 (5X+AL+), évaluées à l'âge de 10 mois. b Expression relative de l'ARNm de l'APOE normalisée à la bêta-actine dans le cortex. c, d Concentrations de protéines APOE solubles dans le PBS et solubles dans la guanidine-HCL ("insolubles") évaluées par ELISA à partir du cortex. Données exprimées en moyenne ± SD, test t de Student (bilatéral) effectué pour toutes les analyses statistiques sauf (b), où le test t de Welch a été effectué. ∆ = hommes, ○ = femmes. ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Aucune autre comparaison statistique n'est significative sauf indication contraire

Des études antérieures ont démontré que l'APOE4 facilite le développement de la CAA alors que le déficit global en APOE chez la souris prévient la pathologie de la CAA [25]. Par conséquent, nous avons émis l'hypothèse que l'élimination de l'APOE4 astrocytaire réduirait à la fois la charge de plaque CAA et Aβ chez les souris 5X + AL + âgées de 10 mois. En effet, nous avons détecté une réduction des dépôts Aβ fibrillaires totaux et des plaques fibrillaires (Fig. 2a, b, d), ainsi que de l'immunoréactivité Aβ totale (Fig. 2f, g) et des plaques Aβ+ (Fig. 2i) dans les régions corticales recouvrant l'hippocampe. Cependant, à notre grande surprise, la réduction de l'APOE4 des astrocytes a entraîné une augmentation de l'Aβ fibrillaire dans la CAA (Fig. 2c, e). Bien que l'Aβ vasculaire se dépose principalement sous une forme fibrillaire, il existe également un composant qui est Aβ+ immunoréactif et non fibrillaire. Une coloration Aβ + a été détectée dans les vaisseaux mais cette coloration n'a pas été altérée par un déficit en APOE4 astrocytaire (Fig. 2h). Cependant, la proportion de coloration Aβ + dans le système vasculaire a augmenté (Fig. 2j), suggérant une plus grande propension de l'Aβ à s'accumuler dans les vaisseaux après le retrait de l'APOE4 des astrocytes. Certains modèles murins d'amylose révèlent un effet du sexe sur l'accumulation de plaques Aβ, bien que, dans notre étude, nous n'ayons observé aucune différence dépendante du sexe dans la couverture de la charge fibrillaire corticale X34 + ou de l'immunoréactivité Aβ + dans les vaisseaux ou les plaques (Figure S2). En plus de la charge amyloïde dans le cortex, nous avons également évalué la pathologie amyloïde dans une région du cerveau avec une charge dense de plaque/CAA, le subiculum (Figure S3a). Bien qu'il n'y ait eu aucun changement dans le dépôt total de plaque fibrillaire/CAA dans le subiculum dorsal après le retrait de l'APOE4 astrocytaire (Figure S3b), nous avons de nouveau observé une double augmentation de la CAA (Figure S3c) et une double diminution de la couverture de la plaque (Figure S3d). Ces résultats suggèrent que, alors que l'ablation embryonnaire complète de l'APOE de tous les types de cellules protège de la progression de la CAA [25], la suppression sélective de l'APOE4 astrocytaire chez les souris adultes à partir de l'âge de 2 mois a entraîné une exacerbation de la CAA chez les 5X+ âgés de 10 mois. Souris AL+.

L'élimination de l'APOE4 astrocytaire avant le dépôt d'amyloïde déplace la distribution d'Aβ des plaques vers le système vasculaire cérébral. a–d, coloration X34 pour les plaques fibrillaires/CAA (a) avec pourcentage de couverture de la surface totale de X34 (b), CAA (c) et plaques amyloïdes (d) dans le cortex recouvrant l'hippocampe de 10 mois 5X+ Souris AL- ou 5X + AL + après élimination de l'APOE4 astrocytaire à l'âge de 2 mois. e, Proportion de CAA dans la coloration X34+ totale. f – i, immunoréactivité Aβ (Aβ-IR) (f) avec pourcentage de couverture de l'Aβ-IR total (g), de l'Aβ-IR vasculaire (h) et des plaques (i) dans le cortex recouvrant l'hippocampe. j Proportion d'Aβ vasculaire dans l'Aβ-IR total. Barre d'échelle : 300 µm. Données exprimées en moyenne ± SD, test t de Student non apparié (bilatéral) effectué pour toutes les analyses statistiques sauf (b), où le test t de Welch a été effectué. ∆ = hommes, ○ = femmes. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Aucune autre comparaison statistique n'est significative sauf indication contraire

L'augmentation de la CAA après l'élimination de l'APOE4 astrocytaire nous a incités à nous demander si des altérations de la composition de l'Aβ40 par rapport à l'Aβ42 dans le cerveau pouvaient expliquer le déplacement de la charge amyloïde vasculaire plus élevée. L'Aβ40 a une plus grande propension à s'accumuler le long du système vasculaire, bien que des études in vivo et in vitro révèlent que l'Aβ42 est nécessaire à l'ensemencement initial du dépôt d'Aβ vasculaire [21, 56]. Par conséquent, une augmentation de CAA peut être reflétée par des concentrations plus élevées d'Aβ40 qui se sont accumulées dans le système vasculaire. Pour répondre à cette hypothèse, nous avons effectué un ELISA en masse sur du tissu cortical pour détecter les Aβ40 et Aβ42 solubles dans le PBS et 5 M dans la guanidine-HCl ("insolubles") (Fig. 3a – d). Comme prévu, nous avons détecté une réduction de l'Aβ42 insoluble, qui est la principale espèce d'Aβ dans les plaques (Fig. 3d). Cependant, il y avait également une diminution des concentrations de protéines Aβ40 solubles (Fig. 3a) et insolubles Aβ40 (Fig. 3c) après l'élimination de l'APOE4 astrocytaire malgré une CAA élevée par histologie (Fig. 2c). Une mise en garde est que l'ELISA en vrac ne permet pas de faire la distinction entre l'Aβ40 dans le système vasculaire et la plaque, et il est possible que l'Aβ40 se dépose également en abondance dans les plaques de ce modèle de souris ; l'abaissement de l'Aβ40 global par ELISA chez les souris sans APOE4 astrocytaire peut donc plutôt être le reflet de la réduction de la plaque. Ainsi, nous avons également mesuré le pourcentage de couverture de surface de Aβ40 et Aβ42 localisés sur les plaques ou les vaisseaux par immunocoloration (Fig. 3e – t). Chez les souris dépourvues d'APOE4 astrocytaire, il y avait une diminution de l'Aβ40 total (Fig. 3f) et de l'Aβ40 dans les plaques (Fig. 3h), mais pas de l'Aβ40 vasculaire (Fig. 3g). Cependant, il y a eu un changement dans la proportion d'Aβ40 se déposant dans les vaisseaux chez les souris avec APOE4 astrocytaire (~ 20%) par rapport à celles sans (~ 60%), suggérant que sans APOE4 astrocytaire, les peptides Aβ40 s'agrégeaient à des niveaux comparables dans les vaisseaux mais ont peut-être été éliminés ou dégradés plus rapidement dans le parenchyme cérébral (Fig. 3i). Ceci est en outre étayé par nos données ELISA qui ont révélé une diminution de l'Aβ40 soluble mais pas de l'Aβ42 (Fig. 3a, b), peut-être en raison d'une clairance plus rapide de l'Aβ40. Nous avons ensuite analysé le dépôt régional d'Aβ40 en évaluant sa couverture dans les vaisseaux leptoméningés le long de la surface du cerveau par rapport aux vaisseaux pénétrants dans le parenchyme cérébral. Il n'y avait aucun changement dans l'accumulation piale d'Aβ40 (Fig. 3j); cependant, il y avait une double augmentation du dépôt d'Aβ40 dans les vaisseaux pénétrants du parenchyme cérébral (Fig. 3k, P = 0, 073; Fig. 3l, P = 0, 065). Cela suggère qu'après que les neurones ont libéré l'Aβ40 dans le parenchyme cérébral, il existe un pool d'Aβ40 qui ne s'agrège pas aux plaques. Au lieu de cela, les peptides Aβ40 peuvent être évacués via le liquide interstitiel et la voie de drainage périvasculaire le long des artères parenchymateuses où ils s'agrègent ou sortent par les artères piales/LCR. Fait intéressant, il n'y a pas de réduction significative de l'Aβ42 total (les formes solubles ou insolubles ne peuvent être distinguées par l'histologie ; Fig. 3m, n), bien que nous ayons détecté une diminution de l'Aβ42 s'accumulant dans les plaques (Fig. 3p). Une analyse plus approfondie a démontré un manque de différence entre l'accumulation d'Aβ42 vasculaire pial et pénétrant (Fig. 3r – t), ce qui confirme les découvertes précédentes selon lesquelles l'Aβ40 s'agrège préférentiellement autour des vaisseaux et peut contribuer à une plus grande accumulation de CAA chez les souris dépourvues d'APOE4 astrocytaire.

Astrocytic APOE4 régule la distribution des dépôts d'Aβ40 et d'Aβ42 dans les plaques, les vaisseaux parenchymateux et les vaisseaux leptoméningés. a – d, concentrations de protéines Aβ40 et Aβ42 solubles dans le PBS et solubles dans la guanidine-HCL («insolubles») évaluées par ELISA à partir du cortex. e – h Immunoréactivité Aβ40 (IR) ( e ) avec pourcentage de couverture de l'Aβ40 total ( f ), de l' Aβ40 vasculaire total ( g ) et de l' Aβ40 dans les plaques ( h ). i Proportion d'Aβ40 vasculaire dans l'Aβ40 total IR. j, k Aβ40 IR limité aux vaisseaux piaux (j) et aux vaisseaux pénétrants (k). (l) Proportion d'Aβ40 vasculaire dans les vaisseaux pénétrants par rapport à l'Aβ40 vasculaire total. m–p, immunoréactivité Aβ42 (IR) (m) avec pourcentage de couverture de surface de Aβ42 total (n), Aβ42 vasculaire total (o) et Aβ42 dans les plaques (p). q Proportion d'Aβ42 vasculaire dans l'Aβ42 IR total. r, s, Aβ42 IR limité aux vaisseaux piaux (r) et aux vaisseaux pénétrants (s). t Proportion d'Aβ42 vasculaire dans les vaisseaux pénétrants par rapport à l'Aβ42 vasculaire total. Flèche bleue = Aβ vasculaire. Flèches violettes = plaques. Barre d'échelle : 500 µm. Données exprimées en moyenne ± SD, test t de Student (bilatéral) effectué pour toutes les analyses statistiques sauf (d), où le test t de Welch a été effectué. ∆ = hommes, ○ = femmes. *P < 0,05, *P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Aucune autre comparaison statistique n'est significative sauf indication contraire

La recombinaison médiée par Cre pour éliminer l'APOE4 astrocytaire dans notre modèle de souris a réduit les niveaux globaux d'ARNm et de protéines APOE. Pour évaluer l'ampleur du changement d'expression d'APOE4 au niveau cellulaire, nous avons étudié la distribution spatiale et l'expression d'APOE4 dans deux principaux types de cellules qui régulent à la hausse un profil transcriptionnel associé à la maladie en réponse à la pathologie Aβ [57, 58] : les astrocytes et la microglie. Comme prévu, sans recombinaison Cre (souris 5X + AL-), l'APOE était principalement localisée dans les astrocytes GFAP + et la microglie IBA1 + entourant le CAA ou les plaques ; cependant, il y avait également une expression d'APOE dans les astrocytes dans les régions corticales dépourvues de dépôt amyloïde mais pas dans la microglie (Figure S4a). La suppression de l'APOE4 des astrocytes a entraîné une diminution globale de la protéine APOE4 dans les régions corticales avec ou sans pathologie CAA/plaque (Figure S4a, b). La réduction de l'APOE était exclusive aux astrocytes GFAP + (Figure S4c) et non observée dans la microglie IBA1 + (Figure S4d), indiquant que l'expression de l'APOE4 dans la microglie n'était pas altérée. Dans l'ensemble, nos résultats suggèrent que nous avons obtenu une réduction robuste de la protéine APOE4 spécifique aux astrocytes.

Ensuite, pour évaluer les effets de l'élimination de l'APOE4 sur la gliose médiée par Aβ, nous avons évalué le schéma d'expression des astrocytes et de la microglie dans le cortex. La coloration des astrocytes GFAP + a révélé une réduction globale de la réactivité astrocytaire corticale GFAP + en l'absence d'expression astrocytaire d'APOE4 (Fig. 4a, b). Dans le subiculum dorsal, une région sans réduction totale de l'amyloïde (Figure S3), il n'y avait également aucun changement dans la couverture de la zone GFAP (Figure S5), suggérant initialement que l'amyloïde, quel que soit le compartiment dans lequel elle se dépose, entraîne une astrocytose réactive GFAP +. Cependant, la co-analyse des astrocytes GFAP + avec des plaques amyloïdes X34 + ou CAA a révélé que bien qu'il y ait eu une forte réponse des astrocytes GFAP + entourant les plaques restantes dans les astrocytes sans APOE4, il y avait moins de réactivité des astrocytes GFAP + engageant CAA (Fig. 4c – e). Bien que l'APOE4 ait été nettement réduite dans les astrocytes autour des plaques et de la CAA, le pourcentage de surface couverte par les astrocytes GFAP+ entourant les plaques a été maintenu quelle que soit l'expression d'APOE4. Cela suggère qu'une fois les plaques amyloïdes formées, la réactivité astrocytaire peut être maintenue de manière indépendante de l'APOE. De plus, les astrocytes réactifs GFAP + peuvent subir un remodelage morphologique distinct, de sorte que les astrocytes dans un état plus "homéostatique" peuvent afficher des processus hautement ramifiés, tandis que les astrocytes "réactifs" ont des processus plus rétractés et une hypertrophie, en fonction de l'insulte ou de la blessure. Pour différencier les astrocytes avec ou sans APOE4 entourant CAA par rapport aux plaques, nous avons évalué la morphologie des astrocytes réactifs au GFAP. Dans l'ensemble, l'élimination de l'APOE4 des astrocytes n'a pas modifié la taille ou la complexité de leur morphologie (Figure S6a – f). Les astrocytes qui engagent les plaques par rapport à la CAA, cependant, présentent une morphologie altérée : les astrocytes qui entrent en contact avec les plaques avaient un plus grand nombre (Figure S6c) et une plus grande longueur de processus (Figure S6d), marqués par une arborisation accrue (Figure S6e). Cependant, en moyenne, ces processus étaient plus courts (Figure S6f), représentatifs de nombreux processus terminaux rétractés et impliquant que les plaques amyloïdes peuvent induire des différences subtiles telles qu'une plus grande toxicité que la CAA pour les astrocytes associés. Combinés, ces résultats suggèrent que moins d'astrocytes GFAP + étaient associés à la CAA après le retrait de l'APOE4 astrocytaire et qu'ils ont adopté un état morphologique qui était peut-être moins réactif que ceux en contact avec les quelques plaques restantes. Plus de lectures, y compris fonctionnelles, sont nécessaires pour comprendre la complexité de ces astrocytes entourant les plaques/CAA.

L'épuisement de l'APOE dans les astrocytes diminue certaines signatures gliales associées à la maladie. a – e, coloration astrocytaire GFAP + ( a ) et quantification de la couverture de surface ( b ) dans le cortex de souris 5X + AL- ou 5X + AL + âgées de 10 mois. Barre d'échelle : 300 µm. Images représentatives (c) et quantification du nombre d'astrocytes entourant CAA (d) ou plaques (e). Barre d'échelle : 20 µm. Chaque point représente le nombre d'astrocytes entourant un seul CAA ou plaque normalisé à ce CAA ou zone de plaque de n = 8 à 10 souris par groupe. f–j, couverture microgliale IBA1+ (f) et quantification de la couverture de surface (g) dans le cortex recouvrant l'hippocampe. Barre d'échelle : 300 µm. Par analyse de plaque du nombre de microglies regroupant CAA (h, i) ou plaques (j). Barre d'échelle : 20 µm. Chaque point représente le nombre de microglies entourant un seul CAA ou plaque normalisé à ce CAA ou zone de plaque de n = 8 à 10 souris par groupe. k, l, Expression relative de l'ARNm des gènes astrocytaires (k) et microgliaux homéostatiques et associés à la maladie (l). Données imputées pour l'ARNm de Clec7a (colonne 10) mais non utilisées dans l'analyse statistique. Chaque colonne représente une souris individuelle. Données exprimées en moyenne ± SD, test t de Student (bilatéral) effectué pour toutes les analyses statistiques sauf (d), (e), (k - S100β) et (l - Cst7, Cst3, Itgax, Spp1) où Welch's un test t a été réalisé. ∆ = hommes, ○ = femmes. *P < 0,05, **P < 0,01. Aucune autre comparaison statistique n'est significative sauf indication contraire

Étant donné qu'il y avait une réponse astrocytaire GFAP + globalement atténuée après l'élimination de l'APOE4 des astrocytes, nous nous sommes intéressés à savoir si la diaphonie astrocyte-microglie était affectée. Pour répondre à cette question, nous avons évalué la réponse microgliale avec la coloration IBA1. Nous n'avons détecté aucun changement dans la microglie IBA1 + dans le cortex ou au niveau par plaque / CAA par immunohistochimie (Fig. 4f – j). Lorsque nous avons sondé des gènes gliaux spécifiques associés à la maladie à l'aide de la PCR quantitative (qPCR), nous avons détecté des réductions de l'expression des gènes astrocytaires réactifs, notamment dans Gfap et C3 (Fig. 4k) dans le cortex. Fait intéressant, nous avons également détecté des réductions des gènes de la microglie associée à la maladie (DAM)/maladie neurodégénérative microgliale (MGnD) tels que Cst7, Clec7a et Spp1 (Fig. 4l), suggérant que la microglie a adopté un état DAM/MGnD atténué malgré aucun changement dans Coloration de la microglie IBA1+. En résumé, ces données suggèrent que malgré l'élévation de la CAA dans le cerveau après le retrait de l'astrocyte APOE4, il y a eu une réduction de plusieurs gènes microgliaux et astrocytaires associés à la maladie. Cela suggère un état glial modifié, peut-être dû à des espèces Aβ altérées et à une conformation qui peut être protectrice dans le cerveau et la vascularisation cérébrale et que nous avons cherché à confirmer dans des tests fonctionnels de suivi.

Malgré l'augmentation de la CAA, nous avons déterminé que l'élimination de l'APOE4 astrocytaire réduisait la neuroinflammation associée à la maladie, un résultat qui pourrait fournir une protection en aval au SNC. Pour évaluer si la réduction de l'APOE4 fournit une neuroprotection aux processus neuronaux associés à la plaque et à la CAA, nous avons évalué la dystrophie neuritique en marquant LAMP1, un marqueur lysosomal hautement enrichi en grands axones gonflés entourant l'amyloïde et la CAA [59, 60]. Dans le cortex, l'absence d'APOE4 astrocytaire a entraîné une réduction significative des neurites dystrophiques LAMP1 + (Fig. 5a, b). Une analyse plus approfondie a révélé qu'il y avait une diminution de la réactivité de LAMP1 + autour de CAA (Fig. 5c), alors que l'immunoréactivité de LAMP1 était augmentée autour des plaques fibrillaires parenchymateuses restantes (Fig. 5d), similaire à ce qui a été observé chez les souris knock-out APOE déposant de l'amyloïde [61 ]. Étant donné que la dystrophie neuritique est généralement plus importante autour des plaques que la CAA, la réduction globale de la dystrophie neuritique dans le cortex des souris sans APOE4 astrocytaire était probablement due à la réduction frappante des plaques fibrillaires totales dans le parenchyme.

L'élimination de l'APOE astrocytaire protège contre les neurites dystrophiques. a–d, coloration LAMP1 pour les neurites dystrophiques (a) avec quantification du pourcentage de LAMP1 total dans le cortex (b), pourcentage de couverture de la coloration LAMP1 autour de CAA normalisé au pourcentage de surface couverte par X34 + CAA (c) et pourcentage de surface couverture de la coloration LAMP1 autour des plaques normalisée au pourcentage de surface couverte par les plaques X34+ (d). Barre d'échelle : 200 µm. Pointes de flèches violettes : LAMP1 autour des plaques. Pointes de flèches bleues : LAMP1 autour de CAA. Données exprimées en moyenne ± SD, test t de Student (bilatéral) effectué pour toutes les analyses statistiques sauf (b) et (c), où le test t de Welch a été effectué. ∆ = hommes, ○ = femmes. *P < 0,05, **P < 0,01, ****P < 0,0001. Aucune autre comparaison statistique n'est significative sauf indication contraire

La perturbation de l'intégrité cérébrovasculaire est une caractéristique de la CAA qui peut entraîner une perturbation de la BHE et une perte de la fonction physiologique des vaisseaux. Pour déterminer si la BBB était compromise chez les souris 5X + AL + présentant une charge CAA plus élevée, nous avons coloré la présence de fibrinogène, une protéine dérivée du sang qui est normalement empêchée de pénétrer dans le parenchyme cérébral (Fig. 6a). Étonnamment, malgré l'augmentation de la CAA, l'extravasation de fibrinogène a été réduite après le retrait de l'astrocyte APOE4 (Fig. 6b). Nous avons également recherché si une CAA élevée augmentait les microhémorragies induites par la CAA, mais n'avons trouvé aucune différence dans le nombre de microhémorragies entre les groupes (P = 0, 07; Fig. 6c, d). La réduction du fibrinogène chez les souris témoins nous a incités à tester si les vaisseaux chargés de CAA présentent également une fonction vasculaire améliorée. Le dépôt de CAA dans la couche de cellules musculaires lisses (SMC) rend les artérioles moins sensibles aux molécules qui stimulent la vasodilatation. Chez des souris vivantes et éveillées, nous avons perfusé par voie topique un vasodilatateur SMC (S-Nitroso-N-acétylpénicillamine, SNAP) qui conduit à la production d'oxyde nitrique et mesuré la réponse vasodilatatrice dans les vaisseaux leptoméningés contenant du CAA à la surface du cerveau (Fig. 6e ). Par rapport aux souris 5XFAD exprimant APOE4, nous avons constaté que SNAP entraînait une vasodilatation significativement accrue chez les souris 5XFAD après le retrait de l'astrocyte APOE4 (Fig. 6f). L'élimination des astrocytes a donc fourni une protection pour la BHE et favorisé la vasoréactivité dans les CML. En résumé, nos résultats indiquent que l'absence d'APOE4 des astrocytes a entraîné plus de CAA mais moins de plaques parenchymateuses qui ont réduit la gliose associée à l'Aβ et amélioré la fonction cérébrovasculaire.

La dégénérescence vasculaire est améliorée malgré un CAA élevé. a, b Coloration pour la protéine fibrinogène dérivée du sang (a) avec quantification du pourcentage de surface couverte (b) dans le cortex de souris 5X+AL- ou 5X+AL+ âgées de 10 mois. Flèche jaune : coloration du fibrinogène. Barre d'échelle : 100 µm. c, d, Nombre moyen de microhémorragies (c) et taille (d) par coloration au bleu de Prusse. e, f, Évaluation in vivo de la fonction leptoméningée mesurée par le pourcentage de changement vasodilatateur par rapport au départ après application topique de molécule dépendante des cellules musculaires lisses vasculaires (SNAP). Pointes de flèches violettes : Dilatation accrue. Pointes de flèches bleues : aucun changement dans la dilatation. Données de 9 vaisseaux chez 4 souris (5X+AL-) et 6 vaisseaux chez 3 souris (5X+AL+). Barre d'échelle : 15 µm. SNAP = S-Nitroso-N-acétylpénicillamine. Données exprimées en moyenne ± SD, test t de Student (bilatéral) effectué pour toutes les analyses statistiques sauf (c) et (d), où le test t de Welch a été effectué. ∆ = hommes, ○ = femmes. *P < 0,05, ***P < 0,001. Aucune autre comparaison statistique n'est significative sauf indication contraire

L'allèle ε4 de l'APOE influence fortement le risque de MA et de CAA. L'APOE4 altère et/ou entre en compétition avec l'Aβ pour la clairance en plus d'accélérer l'ensemencement et la fibrillogenèse de l'Aβ, ce qui entraîne potentiellement l'apparition précoce de la pathologie de l'Aβ chez les porteurs d'APOE4 atteints de MA. De même, les porteurs d'APOE4 avec CAA ont une prévalence accélérée et une sévérité accrue de CAA [5, 12], avec le risque supplémentaire d'apparition précoce d'hémorragie [13]. Les mécanismes sous-jacents des contributions de l'APOE4 à la CAA ne sont pas clairs. Récemment, notre laboratoire a démontré que l'élimination de l'APOE4 sécrétée par les astrocytes est suffisante pour réduire fortement la charge de plaque parenchymateuse Aβ [48] ainsi que la neurodégénérescence médiée par tau [49] en modifiant potentiellement la diaphonie astrocyte-microglie. Dans cette étude actuelle, notre objectif était d'étudier les contributions de l'APOE4 astrocytaire à la CAA et au dysfonctionnement vasculaire associé à la CAA.

Notre groupe a précédemment montré que l'ablation génétique de l'APOE murine est suffisante pour empêcher le développement de CAA chez les souris déposant Aβ [25]. Cependant, l'ablation génétique complète de l'APOE à l'échelle du corps peut ne pas être une approche thérapeutique viable étant donné le rôle critique de l'APOE dérivé à la fois des périphériques et du cerveau dans le métabolisme des lipides. Par conséquent, nous avons demandé si l'élimination sélective de l'APOE des astrocytes, les principaux producteurs d'APOE dans le cerveau, était suffisante pour réduire les lésions vasculaires liées à la CAA et à la CAA. Nous avons émis l'hypothèse que l'abaissement des niveaux d'APOE4 total en supprimant l'APOE4 astrocytaire (réduction d'environ 75 % de l'APOE4 total) réduirait à la fois la charge de plaque Aβ et de CAA dans un modèle murin de dépôt mixte CAA/plaque (5X + AL +). En effet, Aβ et les plaques amyloïdes ont été réduites chez les souris 5X+AL+. Fait intéressant, cependant, il y avait une augmentation concomitante de CAA telle que le dépôt de Aβ est passé d'environ 50% à ~ 20% dans les plaques parenchymateuses et d'environ 50% à ~ 80% dans le CAA. Semblable aux découvertes précédentes, les plaques amyloïdes parenchymateuses restantes chez les souris sans APOE4 astrocytaire ont une morphologie de noyau plus dispersée que dense [48]. Cependant, à notre grande surprise, l'augmentation de la CAA constatée en l'absence d'APOE4 astrocytaire n'a pas exacerbé les dommages associés à la CAA, mais a plutôt favorisé l'amélioration de la fonction vasculaire. Ci-dessous, nous discutons (1) des explications possibles du déplacement de l'Aβ du parenchyme cérébral vers le système vasculaire cérébral, (2) de l'effet protecteur de l'élimination de l'APOE sur le système vasculaire cérébral malgré l'augmentation de l'Aβ vasculaire et (3) des implications de nos découvertes sur l'APOE- thérapeutique à base.

Dans le cerveau, APOE peut agir comme une "graine" pour s'auto-assembler [62] ou se lier directement à Aβ pour la fibrillation [63,64,65,66,67]. En fait, en l'absence d'APOE, les souris transgéniques qui déposent des plaques d'Aβ ont une clairance améliorée de l'Aβ soluble [68], ce qui suggère que l'APOE entre en compétition avec l'Aβ pour la clairance et/ou retient l'Aβ dans le cerveau pour réduire la clairance. L'Aβ est éliminé du cerveau par la voie périvasculaire [10], la transcytose de la BBB [69], l'absorption cellulaire [70] et/ou le flux de liquide interstitiel/liquide céphalo-rachidien (ISF/CSF) [71]. L'APOE est nécessaire pour "ensemencer" l'Aβ dans les fibrilles au niveau du système vasculaire pour le développement de la CAA [25]. Dans notre étude, nous avons réduit la concentration protéique totale d'APOE4 dans le cerveau d'environ 75 %. L'APOE4 restante, dérivée de la microglie associée à la maladie, des macrophages périvasculaires, des cellules endothéliales, des péricytes, des fibroblastes périvasculaires ou des cellules musculaires lisses [72], a probablement contribué au développement de la CAA. Bien que les contributions de l'APOE dérivé de divers types de cellules sur la fibrillation Aβ soient inconnues, les données actuelles suggèrent que les particules d'APOE sécrétées par la microglie sont plus petites (et donc moins lipidées) que celles des astrocytes [53]. Nous ne connaissons actuellement pas les propriétés moléculaires de l'APOE sécrétée par les cellules murales vasculaires et leurs contributions exactes à la CAA, bien que les péricytes APOE4 puissent jouer un rôle important dans la progression de la maladie [37]. Quoi qu'il en soit, ces résultats suggèrent que l'APOE provenant de sources cellulaires distinctes peut avoir un potentiel d'ensemencement Aβ différent. Fait intéressant, d'autres études sur des souris génétiquement modifiées ont montré que la modification de la fonction microgliale dans un état moins phagocytaire [73] ou l'appauvrissement de la microglie soit pharmacologiquement [74] ou génétiquement [75] - qui diminuent probablement l'APOE sécrétée par la microglie - augmentent la quantité de CAA. Le degré d'altération de l'APOE n'a pas été déterminé, bien qu'une étude sur un modèle murin de tauopathie ait détecté un mécanisme compensatoire où il y avait une augmentation de la protéine APOE dans les astrocytes et les neurones après l'ablation pharmacologique de la microglie [76]. De plus, la perte de clustérine (APOJ), une autre apolipoprotéine hautement exprimée dans le cerveau qui se dépose dans les plaques parenchymateuses et le CAA [77], a augmenté le dépôt de CAA [78]. Il est possible que quelle que soit la source cellulaire de l'APOE, une réduction impartiale de l'APOE du SNC puisse conduire à moins d'agrégation d'Aβ et donc moins de rétention d'Aβ dans le parenchyme cérébral. L'Aβ soluble produit dans le cerveau et libéré dans le cerveau L'ISF est éliminé en partie par la voie périvasculaire, une source probable d'Aβ qui se dépose sous forme de CAA. Selon une étude connexe, l'élimination de l'APOE astrocytaire n'a pas affecté le clivage et la production d'APP [48], ce qui suggère que le changement de localisation d'Aβ n'était pas le résultat d'une altération de la production d'Aβ. Bien que nous ayons détecté une augmentation de deux fois de l'Aβ40 dans les vaisseaux pénétrants, on ne sait pas si cela est le résultat d'une clairance périvasculaire améliorée. Par conséquent, déterminer si la clairance de l'ISF et de l'Aβ périvasculaire est altérée dans ces modèles de souris, y compris le nôtre avec perte d'APOE4 astrocytaire, serait d'un intérêt futur. De futures expériences dans lesquelles APOE4 est sélectivement éliminé de divers types de cellules du SNC pourraient fournir des informations précieuses sur le rôle de l'APOE spécifique aux cellules dans la pathogenèse de la plaque/CAA.

Dans notre étude actuelle, notre découverte la plus surprenante était peut-être que l'élimination de l'APOE4 astrocytaire entraînait une augmentation de la CAA mais protégeait la vascularisation cérébrale. Les astrocytes ont des fonctions basales essentielles, notamment fournir un soutien neurotrophique, réguler l'homéostasie des ions et créer une barrière physique à partir de l'espace périvasculaire [79, 80]. Le long de la vascularisation cérébrale, les pieds terminaux astrocytaires périvasculaires occupent une barrière qui permet le flux de molécules sélectives [80]. Cependant, dans des conditions pathologiques telles que CAA ou avec un défi inflammatoire [81], les astrocytes périvasculaires homéostatiques peuvent adopter un phénotype neurotoxique [42] et peuvent avoir une fonction basale aberrante telle que l'incapacité à réguler les canaux hydriques (aquaporine 4) important pour le transport des solutés. [46, 82]. Dans des conditions pathologiques, l'APOE est régulée positivement dans les astrocytes, appelés astrocytes associés à la maladie (DAA) [41]. L'élimination de l'APOE4 d'un modèle murin d'amylose réduit la réactivité du GFAP chez les souris mâles [48], tandis que le séquençage d'ARN à noyau unique dans un modèle murin de tauopathie a révélé que de nombreux gènes DAA tels que Clu et Vim sont réduits [49]. Dans notre étude, nous avons également détecté une réduction de certains gènes DAA, notamment C3 et Gfap, ce qui suggère que l'élimination de l'APOE4 peut ramener les astrocytes pathologiques à un état plus homéostatique qui, d'une certaine manière, permet de protéger et de soutenir la vascularisation cérébrale. D'après notre analyse morphologique des astrocytes, il n'y a eu aucun changement manifeste chez les souris avec ou sans déplétion APOE4 astrocytaire qui indiquerait l'état de ces astrocytes ; cependant, les astrocytes GFAP + répondent apparemment différemment aux plaques par rapport au CAA. D'autres études portant sur les astrocytes associés à la BBB sont nécessaires pour comprendre leur rôle dans un contexte pathologique et si cet état est transitoire et/ou réversible.

La thérapie APOE a été un sujet d'intérêt récent en tant que nouvelle stratégie pour cibler plusieurs maladies neurodégénératives, notamment la MA et la CAA. Plusieurs stratégies, y compris l'immunothérapie APOE [54, 55, 83], les oligonucléotides antisens [84] et les peptides mimétiques APOE [85, 86], entre autres, se sont révélées prometteuses précliniques pour le traitement de l'amylose sans effets indésirables manifestes sur le système vasculaire cérébral ou les lipides périphériques. homéostasie. Cependant, la plupart de ces études n'ont pas été menées sur des souris atteintes de CAA, qui est une caractéristique neuropathologique détectée chez pratiquement tous les patients atteints de MA. Cette étude actuelle a identifié que dans un modèle murin de pathologie mixte CAA/plaque, l'élimination d'une source majeure d'APOE produite par les astrocytes augmentait la CAA mais offrait une protection en réduisant la dystrophie neuritique et en améliorant les dommages vasculaires induits par la CAA. L'APOE4 et la CAA ont toutes deux été impliquées dans l'aggravation des dommages dans le cerveau de la MA [4], et les futures études portant sur l'APOE devraient intégrer l'utilisation et l'analyse de la CAA en plus des plaques Aβ pour modéliser plus précisément la pathologie Aβ humaine. Récemment, notre groupe a généré un anticorps qui cible sélectivement une forme d'APOE4 non lipidée que l'on ne trouve que dans les plaques amyloïdes et la CAA [54] et a comparé ses effets directement à un anticorps ciblant Aβ. Lorsque l'anticorps ciblant Aβ a été administré à des souris 5XFAD/APOE4 qui développent du CAA et des plaques, il n'a pas diminué le CAA et a entraîné une augmentation des astrocytes GFAP+ tapissant le CAA fortement corrélé aux microhémorragies, un effet indésirable majeur en réponse à certaines immunothérapies Aβ [54]. En revanche, l'anticorps anti-APOE a diminué le CAA, amélioré la fonction vasculaire et n'a pas entraîné d'augmentation des microhémorragies ou des astrocytes GFAP+ tapissant le CAA [54]. Compte tenu de nos découvertes actuelles, il serait particulièrement pertinent pour les défis actuels de l'immunothérapie Aβ de déterminer si la modification génétique ou pharmacologique de ces astrocytes GFAP+ fournirait une protection neuro/vasculaire et atténuerait les effets indésirables vasculaires médiés par les anticorps Aβ. Étant donné que les effets indésirables vasculaires (anomalies d'imagerie liées à l'amyloïde, ARIA) sont un revers majeur pour de nombreux anticorps ciblant Aβ, il s'agit d'une question cruciale à résoudre.

APOE4 et CAA sont deux facteurs de risque majeurs de dysfonction vasculaire [87] par des mécanismes communs et disparates. Notre étude a découvert que l'atténuation de la pathologie APOE4 en réduisant la production d'APOE4 astrocytaire est suffisante pour fournir une protection contre les dommages vasculaires associés à la CAA, y compris l'amélioration de la fuite BBB et l'amélioration de la vasoréactivité. L'élimination de l'APOE4 peut faire passer les astrocytes, y compris les astrocytes associés au CAA, d'un état pathologique à un état physiologique qui est neuro- et vasculaire-protecteur. Ces résultats suggèrent qu'il existe un potentiel thérapeutique dans l'utilisation de stratégies de ciblage de l'APOE pour le traitement de la CAA et de la MA, mais d'autres études de suivi sont nécessaires pour découpler la relation complexe entre les contributions de l'APOE spécifiques aux cellules au développement de la CAA et à la fonction vasculaire.

Les ensembles de données générés utilisés pour les analyses dans cette étude sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.

5 mutations familiales de la maladie d'Alzheimer

Amyloïde-β

maladie d'Alzheimer

Protéine précurseur de l'amyloïde

Apolipoprotéine E

Apolipoprotéine J

Anomalies d'imagerie liées à l'amyloïde

Angiopathie amyloïde cérébrale

Système nerveux central

Liquide cérébro-spinal

Astrocytes associés à la maladie

Dosage immuno-enzymatique

Protéine acide fibrillaire gliale

Molécule d'adaptateur de liaison au calcium ionisé 1

Liquide interstitiel

Intrapéritonéale

Protéine membranaire associée aux lysosomes 1

Réaction en chaîne par polymérase quantitative

Cellule musculaire lisse

S-nitroso-N-acétylpénicillamine

Solution saline tamponnée Tris

Attems J, Jellinger KA, Lintner F. La pathologie de la maladie d'Alzheimer influence la gravité et la distribution topographique de l'angiopathie amyloïde cérébrale. Acta Neuropathol. 2005;110:222–31.

Article PubMed Google Scholar

Long JM, Holtzman DM. La maladie d'Alzheimer : une mise à jour sur la pathobiologie et les stratégies de traitement. Cellule. 2019;179:312–39.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hanseeuw BJ, Betensky RA, Jacobs HIL, Schultz AP, Sepulcre J, Becker JA, Cosio DMO, Farrell M, Quiroz YT, Mormino EC, Buckley RF, Papp KV, Amariglio RA, Dewachter I, Ivanoiu A, Huijbers W, Hedden T , Marshall GA, Chhatwal JP, Rentz DM, Sperling RA, Johnson K. Association of Amyloid and Tau with cognition in preclinical alzheimer disease: a longitudinal study. JAMA Neurol. 2019;76:915–24.

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Greenberg SM, Bacskai BJ, Hernandez-Guillamon M, Pruzin J, Sperling R, van Veluw SJ. Angiopathie amyloïde cérébrale et maladie d'Alzheimer - un peptide, deux voies. Nat Rev Neurol. 2020;16:30–42.

Article CAS PubMed Google Scholar

Pfeifer LA, White LR, Ross GW, Petrovitch H, Launer LJ. Angiopathie amyloïde cérébrale et fonction cognitive: l'étude d'autopsie HAAS. Neurologie. 2002;58:1629–34.

Article CAS PubMed Google Scholar

Cas NF, Charlton A, Zwiers A, Batool S, McCreary CR, Hogan DB, Ismail Z, Zerna C, Coutts SB, Frayne R, Goodyear B, Haffenden A, Smith EE. L'angiopathie amyloïde cérébrale est associée à un dysfonctionnement exécutif et à une déficience cognitive légère. Accident vasculaire cérébral. 2016;47:2010–6.

Article PubMed Google Scholar

Attems J, Jellinger K, Thal DR, Van Nostrand W. Review: Angiopathie amyloïde cérébrale sporadique. Neuropathol Appl Neurobiol. 2011;37:75–93.

Article CAS PubMed Google Scholar

Zipfel GJ, Han H, Ford AL, Lee JM. Angiopathie amyloïde cérébrale perturbation progressive de l'unité neurovasculaire. Accident vasculaire cérébral. 2009;40:S16–9.

Article PubMed Google Scholar

Han BH, Zhou ML, Abousaleh F, Brendza RP, Dietrich HH, Koenigsknecht-Talboo J, Cirrito JR, Milner E, Holtzman DM, Zipfel GJ. Dysfonction cérébrovasculaire chez les souris transgéniques de la protéine précurseur de l'amyloïde : contribution du peptide amyloïde-β soluble et insoluble, restauration partielle via l'inhibition de la γ-sécrétase. J Neurosci. 2008;28:13542–50.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Weller RO, Subash M, Preston SD, Mazanti I, Carare RO. Le drainage périvasculaire des peptides amyloïdes-β du cerveau et son échec dans l'angiopathie amyloïde cérébrale et la maladie d'Alzheimer. Pathologie cérébrale. 2008;18:253–66.

Article CAS PubMed Google Scholar

Liao F, Yoon H, Kim J. Métabolisme et fonctions de l'apolipoprotéine E dans le cerveau et son rôle dans la maladie d'Alzheimer. Curr Opin Lipidol. 2016;28:60–7.

Article Google Scholar

Nelson PT, Pious NM, Jicha GA, Wilcock DM, Fardo DW, Fardo S, Estus G, Rebeck G. William. APOE-ε2 et APOE ε4 sont en corrélation avec une accumulation amyloïde accrue dans le système vasculaire cérébral. J Neuropathol Exp Neurol. 2013;72:708–15.

Article CAS PubMed Google Scholar

Greenberg SM, Briggs ME, Hyman BT, Kokoris GJ, Takis C, Kanter DS, et al. L'apolipoprotéine E ε4 est associée à la présence et à l'apparition précoce d'hémorragies dans l'angiopathie amyloïde cérébrale. Accident vasculaire cérébral. 1996;27:1333–7.

Fryer JD, Simmons K, Parsadanian M, Bales KR, Paul SM, Sullivan PM, Holtzman DM. L'apolipoprotéine humaine E4 modifie le rapport amyloïde-β 40:42 et favorise la formation d'une angiopathie amyloïde cérébrale dans un modèle transgénique de protéine précurseur amyloïde. J Neurosci. 2005;25:2803–10.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ringman JM, Sachs MC, Zhou Y, Monsell SE, Saver JL, Vinters HV. Prédicteurs cliniques de l'angiopathie amyloïde cérébrale sévère et influence du génotype APOE chez les personnes atteintes de la maladie d'Alzheimer pathologiquement vérifiée. JAMA Neurol. 2014;71:878–83.

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Strittmatter WJ, Saunders AM, Schmechel D., Pericak-Vance M., Enghild J., Salvesen GS, Roses AD Apolipoprotéine E : liaison de haute avidité à la bêta-amyloïde et fréquence accrue de l'allèle de type 4 dans la maladie d'Alzheimer familiale d'apparition tardive . Proc Natl Acad Sci US A. 1993;90:1977–81.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Liu CC, Kanekiyo T, Xu H, Bu G. Apolipoprotéine E et maladie d'Alzheimer : risque, mécanismes et thérapie. Nat Rev Neurol. 2013;9:106–18.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Castellano JM, Kim J., Stewart FR, Jiang H., DeMattos RB, Patterson BW, Fagan AM, Morris JC, Mawuenyega KG, Cruchaga C., Goate AM, Bales KR, Paul SM, Bateman RJ, Holtzman DM Isoformes de l'apoE humaine Régulation différentielle de la clairance du peptide bêta-amyloïde cérébral. Sci Transl Med. 2011;3:89ra57.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Martens YA, Zhao N, Liu CC, Kanekiyo T, Yang AJ, Goate AM, Holtzman DM, Bu G. ApoE Cascade Hypothèse dans la pathogenèse de la maladie d'Alzheimer et des démences apparentées. Neurone. 2022;110:1304–17.

Article CAS PubMed Google Scholar

Hawkes CA, Härtig W, Kacza J, Schliebs R, Weller RO, Nicoll JA, Carare RO. Le drainage périvasculaire des solutés est altéré dans le cerveau vieillissant de la souris et en présence d'angiopathie amyloïde cérébrale. Acta Neuropathol. 2011;121:431–43.

Article PubMed Google Scholar

Herzig MC, Nostrand WE Van, Jucker M. Mécanisme de l'angiopathie cérébrale bêta-amyloïde : modèles murins et cellulaires. Pathologie cérébrale. 2006;16:40–54.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Verbeek MM, Otte-Höller I, Veerhuis R, Ruiter DJ, De Waal RMW. Distribution des protéines associées à Aβ dans l'amyloïde cérébrovasculaire de la maladie d'Alzheimer. Acta Neuropathol. 1998;96:628–36.

Article CAS PubMed Google Scholar

Namba K., Tomonaga M, Kawasaki H, Otomo E, Ikeda. Immunoréactivité de l'apolipoprotéine E dans les dépôts amyloïdes cérébraux et les enchevêtrements neurofibrillaires dans la maladie d'Alzheimer et la plaque amyloïde de kuru dans la maladie de Creutzfeldt-Jakob. Cerveau Res. 1991;541:163–6.

Article CAS PubMed Google Scholar

Wisniewski T, Frangione B. Apolipoprotéine E : une protéine chaperonne pathologique chez les patients atteints d'amyloïde cérébrale et systémique. Neurosci Lett. 1992;135:235–8.

Article CAS PubMed Google Scholar

Fryer JD, Taylor JW, DeMattos RB, Bales KR, Paul SM, Parsadanian M., Holtzman DM L'apolipoprotéine E facilite nettement l'angiopathie amyloïde cérébrale dépendante de l'âge et l'hémorragie spontanée chez les souris transgéniques de la protéine précurseur amyloïde. J Neurosci. 2003;23:7889–96.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Holtzman DM, Fagan AM, Mackey B, Tenkova T, Sartorius L, Paul SM, Bales K, Ashe KH, Irizarry MC, Hyman BT. L'apolipoprotéine E facilite la formation de plaques neuritiques et cérébrovasculaires dans un modèle de la maladie d'Alzheimer. Anne Neurol. 2000;47:739–47.

3.0.CO;2-8" data-track-action="article reference" href="https://doi.org/10.1002%2F1531-8249%28200006%2947%3A6%3C739%3A%3AAID-ANA6%3E3.0.CO%3B2-8" aria-label="Article reference 26" data-doi="10.1002/1531-8249(200006)47:63.0.CO;2-8">Article CAS PubMed Google Scholar

Caselli RJ, Dueck AC, Locke DEC, Hoffman-Snyder CR, Woodruff BK, Rapcsak SZ, Reiman EM. Modélisation longitudinale de la cognition frontale chez les homozygotes APOE ε4, les hétérozygotes et les non-porteurs. Neurologie. 2011;76:1383–8.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wierenga CE, Dev SI, Shin DD, Clark LR, Bangen KJ, Jak AJ, Rissman RA, Liu TT, Salmon DP, Bondi MW. Effet de la déficience cognitive légère et du génotype APOE sur le flux sanguin cérébral au repos et son association avec la cognition. J Cereb Blood Flow Metab. 2012;32:1589–99.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kisler K, Nelson AR, Montagne A, Zlokovic BV. Régulation du débit sanguin cérébral et dysfonctionnement neurovasculaire dans la maladie d'Alzheimer. Nat Rev Neurosci. 2017;18:419–34.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

[ PubMed ] Tai LM, Thomas R, Marottoli FM, Koster KP, Kanekiyo T, Morris AWJ, Bu G. Le rôle de l'APOE dans le dysfonctionnement cérébrovasculaire. Acta Neuropathol. Rév. 2016;131:709–23.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Montagne A, Nation DA, Sagare AP, Barisano G, Sweeney MD, Chakhoyan A, Pachicano M, Joe E, Nelson AR, D'Orazio LM, Buennagel DP, Harrington MG, Benzinger TLS, Fagan AM, Ringman JM, Schneider LS, Morris JC, Reiman EM, Caselli RJ, Chui HC, TCW J, Chen Y, Pa J, Conti PS, Law M, Toga AW, Zlokovic BV La prédiction de l'APOE4 entraîne un déclin cognitif du dysfonctionnement de la barrière hémato-encéphalique. Nature. Rév. 2020;581:71–6

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bell RD, Winkler EA, Singh I, Sagare AP, Deane R, Wu Z, Holtzman DM, Betsholtz C, Armulik A, Sallstrom J, Berk BC, Zlokovic BV. L'apolipoprotéine e contrôle l'intégrité cérébrovasculaire via la cyclophiline A. Nature. 2012;485:512–6.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Keren-Shaul H, Spinrad A, Weiner A, Matcovitch-Natan O, Dvir-Szternfeld R, Ulland TK, David E, Baruch K, Lara-Astaiso D, Toth B, Itzkovitz S, Colonna M, Schwartz M, Amit I. Un type de microglie unique associé à un développement restreint de la maladie d'Alzheimer. Cellule. 2017;169:1276-1290.e17.

Article CAS PubMed Google Scholar

Krasemann S, Madore C, Cialic R, Baufeld C, Calcagno N, El Fatimy R, Beckers L, O'Loughlin E, Xu Y, Fanek Z, Greco DJ, Smith ST, Tweet G, Humulock Z, Zrzavy T, Conde- Sanroman P, Gacias M, Weng Z, Chen H, Tjon E, Mazaheri F, Hartmann K, Madi A, Ulrich JD, Glatzel M, Worthmann A, Heeren J, Budnik B, Lemere C, Ikezu T, Heppner FL, Litvak V , Holtzman DM, Lassmann H, Weiner HL, Ochando J, Haass C, Butovsky O. La voie TREM2-APOE pilote le phénotype transcriptionnel de la microglie dysfonctionnelle dans les maladies neurodégénératives. Immunité. 2017;47:566–581.e9.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Mahley RW, Huang Y. Apolipoprotéine E Plante le décor : la réponse à une blessure déclenche une neuropathologie. Neurone. 2012;76:871–85.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Yamazaki Y, Shinohara M, Yamazaki A, Ren Y, Asmann YW, Kanekiyo T, Bu G, Clinic M, Clinic M. L'ApoE dans les péricytes cérébraux régule la fonction endothéliale de manière isoforme-dépendante en modulant les composants de la membrane basale. Arter Thromb Vasc Biol. 2021;40:128–44.

Article Google Scholar

Blanchard JW, Bula M, Davila-Velderrain J, Akay LA, Zhu L, Frank A, Victor MB, Bonner JM, Mathys H, Lin YT, Ko T, Bennett DA, Cam HP, Kellis M, Tsai LH. La reconstruction de la barrière hémato-encéphalique humaine in vitro révèle un mécanisme pathogène de l'APOE4 dans les péricytes. Nat Med. 2020;26:952–63.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Lin YT, Seo J, Gao F, Feldman HM, Wen HL, Penney J, Cam HP, Gjoneska E, Raja WK, Cheng J, Rueda R, Kritskiy O, Abdurrob F, Peng Z, Milo B, Yu CJ, Elmsaouri S , Dey D , Ko T , Yankner BA , Tsai LH . APOE4 Provoque des altérations moléculaires et cellulaires généralisées associées aux phénotypes de la maladie d'Alzheimer dans les types de cellules cérébrales humaines dérivées d'ipsc. Neurone. Rév. 2018;98:1141–1154.e7.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Rawat V, Wang S, Sima J, Bar R, Liraz O, Gundimeda U, Parekh T, Chan J, Johansson JO, Tang C, Chui HC, Harrington MG, Michaelson DM, Yassine HN. ApoE4 modifie le trafic membranaire ABCA1 dans les astrocytes. J Neurosci. 2019;39:9611–22.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

TCW J, Qian L, Pipalia NH, Chao MJ, Liang SA, Shi Y, et al. Voies du cholestérol et du matrisome dérégulées dans les astrocytes et la microglie. Cellule. 2022;185:2213–33.

Habib N, Mccabe C, Medina S, Varshavsky M, Kitsberg D, Dvir-szternfeld R, Green G, Dionne D, Nguyen L, Marshall JL, Chen F, Zhang F, Kaplan T, Regev A, Schwartz M. astrocytes dans la maladie d'Alzheimer et le vieillissement. Nat Neurosci. 2020;23:701–6.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Taylor X, Cisternas P, You Y, You Y, Xiang S, Marambio Y, Zhang J, Vidal R, Lasagna-Reeves CA. Des astrocytes réactifs A1 et une perte de TREM2 sont associés à un stade précoce de la pathologie dans un modèle murin d'angiopathie amyloïde cérébrale. J Neuroinflammation. 2020;17:223.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Sadick JS, O'Dea MR, Hasel P., Dykstra T., Faustin A., Liddelow SA Les astrocytes et les oligodendrocytes subissent des modifications transcriptionnelles spécifiques au sous-type dans la maladie d'Alzheimer. Neurone. 2022;110:1788-1805.e10.

Article CAS PubMed Google Scholar

Escartin C, Galea E, Lakatos A, O'Callaghan JP, Petzold GC, Serrano-Pozo ACS, Volterra A, Carmignoto G, Agarwal A, Allen NJ, Araque A, Barbeito L, Barzilai A, Bergles DE, Bonvento G, Butt AM, Chen WT, Cohen-Salmon M, Cunningham C, Deneen B, De Strooper B, Diaz-Castro B, Farina C, Freeman M, Gallo V, Goldman JE, Goldman SA, Götz M, Gutierrez A, Haydon PG, Heiland DH, Hol EM, Holt MG, Iino M, Kastanenka KV, Kettenmann H, Khakh BS, Koizumi S, Lee CJ, Liddelow SA, MacVicar BA, Magistretti P, Messing A, Mishra A, Molofsky AV, Murai KK, Norris CM, Okada S, Oliet SHR, Oliveira JF, Panatier A, Purpura V, Pekna M, Pekny M, Pellerin L, Perea G, Perez-Nievas BG, Pfrieger FW, Poskanzer KE, Quintana FJ, Ransohoff RM, Riquelme-Perez M, Robel S, Rose CR, Rothstein JD, Rouach N, Rowitch DH, Semyanov A, Sirko S, Sontheimer H, Swanson RA, Vitorica J, Wanner IB, Wood LB, Wu J, Zheng B, Zimmer ER, Zorec R, Sofroniew MV, Verkhratsky A. Nomenclature réactive des astrocytes, définitions et orientations futures. Nat Neurosci. Rév. 2021 ;24:312–2

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Eran S, Ronit PK. L'expression d'APOE4 est associée à une altération de l'autophagie et de la mitophagie dans les astrocytes. Neural Regen Res. 2022;17:777–8.

Article PubMed Google Scholar

Wilcock DM, Vitek MP, Colton CA. L'amyloïde vasculaire altère les canaux hydriques et potassiques astrocytaires chez les modèles murins et les humains atteints de la maladie d'Alzheimer. Neurosciences. 2009;159:1055–69.

Article CAS PubMed Google Scholar

Zheng J. yu, Sun J., Ji C. mei, Shen L., Chen Z. jun, Xie P., Sun Y. zhao, Yu R. tong. La suppression sélective de l'apolipoprotéine E dans les astrocytes améliore les déficits d'apprentissage spatial et de mémoire chez les souris atteintes de la maladie d'Alzheimer (APP/PS1) en inhibant la signalisation TGF-β/Smad2/STAT3. Neurobiol Vieillissement. 2017 ;54 :112–32.

Article CAS PubMed Google Scholar

Mahan TE, Wang C, Bao X, Choudhury A, Ulrich JD, Holtzman DM. La réduction sélective de l'apoE3 et de l'apoE4 des astrocytes réduit fortement l'accumulation d'Aβ et la pathologie liée à la plaque dans un modèle murin d'amylose. Mol Neurodegener. 2022;17:1–20.

Article Google Scholar

Wang C, Xiong M, Gratuze M, Bao X, Shi Y, Andhey PS, Manis M, Schroeder C, Yin Z, Madore C, Butovsky O, Artyomov M, Ulrich JD, Holtzman DM. L'élimination sélective de l'APOE4 astrocytaire protège fortement contre la neurodégénérescence médiée par tau et diminue la phagocytose synaptique par la microglie. Neurone. 2021;109:1657-1674.e7.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jackson RJ, Meltzer JC, Nguyen H, Commins C, Bennett RE, Hudry E, Hyman BT. APOE4 dérivé des astrocytes conduit à une altération de la barrière hémato-encéphalique. Cerveau. 2022;145:3582–93.

Article PubMed Google Scholar

Srinivasan R, Lu T, Chai H, Xu J, Huang BS, Golshani P, Coppola G, Khakh BS. Nouvelles lignées de souris transgéniques pour cibler sélectivement les astrocytes et étudier les signaux calciques dans les processus astrocytes In Situ et In Vivo neuroresource nouvelles lignées de souris transgéniques pour cibler sélectivement les astrocytes et étudier les signaux calciques dans les astrocytes. Neurone. 2016;92:1181–95.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Oakley H, Cole SL, Logan S, Maus E, Shao P, Craft J, Guillozet-Bongaarts A, Ohno M, Disterhoft J, Van Eldik L, Berry R, ​​Vassar R. Agrégats β-amyloïdes intraneuronaux, neurodégénérescence et perte de neurones chez des souris transgéniques présentant cinq mutations familiales de la maladie d'Alzheimer : facteurs potentiels de formation de la plaque amyloïde. J Neurosci. 2006;26:10129–40.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Huynh TPV, Wang C, Tran AC, Tabor GT, Mahan TE, Francis CM, et al. L'absence d'apoE hépatique n'influence pas le dépôt précoce d'Aβ : observations d'un nouveau modèle de knock-in APOE. Mol Neurodegener. 2019 ; 1–23.

Xiong M, Jiang H, Serrano JR, Gonzales ER, Wang C, Gratuze M, Hoyle R, Bien-ly N, Silverman AP, Sullivan PM, Watts RJ, Ulrich JD, Zipfel GJ, Holtzman DM. L'immunothérapie APOE réduit l'angiopathie amyloïde cérébrale et les plaques amyloïdes tout en améliorant la fonction cérébrovasculaire. Sci Transl Med. 2021;13:1–13.

Article Google Scholar

Liao F, Li A, Xiong M, Bien-Ly N, Jiang H, Zhang Y, Finn MB, Hoyle R, Keyser J, Lefton KB, Robinson GO, Serrano JR, Silverman AP, Guo JL, Getz J, Henne K, Lanes CEG, Gallardo G, Ulrich JD, Sullivan PM, Lerner EP, Hudry E, Sweeney ZK, Dennis MS, Hyman BT, Watts RJ, Holtzman DM. Le ciblage de l'apoE agrégée non lipidée avec des anticorps inhibe l'accumulation d'amyloïde. J Clin Invest. 2018;128:2144–55.

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

McGowan E, Pickford F, Kim J, Onstead L, Eriksen J, Yu D, et al. Aβ42 est essentiel pour le dépôt amyloïde parenchymateux et vasculaire chez la souris. Neurone. 2005;47:191–9.

Parhizkar S, Arzberger T, Brendel M, Kleinberger G, Deussing M, Focke C, Nuscher B, Xiong M, Ghasemigharagoz A, Katzmarski N, Krasemann S, Lichtenthaler SF, Müller SA, Colombo A, Monasor LS, Tahirovic S, Herms J , Willem M, Pettkus N, Butovsky O, Bartenstein P, Edbauer D, Rominger A, Ertürk A, Grathwohl SA, Neher JJ, Holtzman DM, Meyer-Luehmann M, Haass C. La perte de la fonction TREM2 augmente l'ensemencement amyloïde mais réduit la plaque- ApoE associée. Nat Neurosci. 2019;22:191–204.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jiwaji Z, Tiwari SS, Avilés-Reyes RX, Hooley M, Hampton D, Torvell M, Johnson DA, McQueen J, Baxter P, Sabari-Sankar K, Qiu J, He X, Fowler J, Febery J, Gregory J, Rose J, Tulloch J, Loan J, Story D, McDade K, Smith AM, Greer P, Ball M, Kind PC, Matthews PM, Smith C, Dando O, Spires-Jones TL, Johnson JA, Chandran S, Hardingham GE. Les astrocytes réactifs acquièrent des signatures neuroprotectrices ainsi que délétères en réponse à la pathologie Tau et Aß. Nat Commun. 2022;13:1–23.

Article Google Scholar

Su H, Cummings BJ, Cotman CW. Identification et distribution des neurites dystrophiques axonaux dans la maladie d'Alzheimer. Cerveau Res. 1993;625:228–37.

Article CAS PubMed Google Scholar

Oshima K, Uchikado H, Dickson DW. Dystrophie neuritique périvasculaire associée à une angiopathie amyloïde cérébrale dans la maladie d'Alzheimer. Int J Clin Exp Pathol. 2008;1:403–8.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ulrich JD , Ulland TK , Mahan TE , Nyström S , Peter Nilsson K , Song WM , Zhou Y , Reinartz M , Choi S , Jiang H , Stewart FR , Anderson E , Wang Y , Colonna M ., Holtzman DM ApoE facilite la microglie réponse à la pathologie de la plaque amyloïde. J Exp Méd. Rév. 2018;215:1047–58.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Raulin A, Kraft L, Al-hilaly YK, Xue W, Mcgeehan JE, Atack JR, Serpell L. La base moléculaire de l'apolipoprotéine e4 en tant que facteur de risque majeur de la maladie d'Alzheimer d'apparition tardive. J Mol Biol. 2019;431:2248–65.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Chen Y, Strickland MR, Soranno A, Holtzman DM. Apolipoprotéine E: aperçus structurels et liens avec la pathogenèse de la maladie d'Alzheimer. Neurone. 2021;109:205–21.

Article CAS PubMed Google Scholar

Garai K, Verghese PB, Baban B, Holtzman DM, Frieden C. La liaison de l'apolipoprotéine e aux oligomères et aux fibrilles d'amyloïde-β modifie la cinétique de l'agrégation amyloïde. Biochimie. 2014;53:6323–31.

Article CAS PubMed Google Scholar

Golabek AA, Soto C, Vogel T, Wisniewski T. L'interaction entre l'apolipoprotéine E et le β-peptide amyloïde d'Alzheimer dépend de la conformation du β-peptide. J Biol Chem. 1996;271:10602–6.

Article CAS PubMed Google Scholar

Wisniewski T, Castano EM, Golabek A, Vogel T. Accélération de la formation de fibrilles d'Alzheimer par l'apolipoprotéine E in vitro. Suis J Pathol. 1994;145:1030–5.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Castano EM, Prelli F, Wisniewski T, Golabek A, Kumar RA, Soto C, Frangione B. Fibrillogenèse dans la maladie d'Alzheimer des peptides bêta-amyloïdes et de l'apolipoprotéine E. Biochem J. 1995;306:599–604.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

[ PubMed ] [ Cross Ref ] DeMattos RB, Cirrito JR, Parsadanian M, May PC, Dell MAO, Taylor JW, Harmony JAK, Aronow BJ, Bales KR, Paul SM, Holtzman DM. L'ApoE et la clustérine suppriment de manière coopérative les niveaux et les dépôts d'Abêta : preuve que l'ApoE régule le métabolisme extracellulaire de l'Abêta in vivo. Neurone. 2004;41:193–202.

Article CAS PubMed Google Scholar

Deane R, Bell R, Sagare A, Zlokovic B. Clairance du peptide amyloïde-β à travers la barrière hémato-encéphalique : implication pour les thérapies dans la maladie d'Alzheimer. CNS Neurol Disord - Cibles des médicaments. 2009;8:16–30.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Paresce D, Ghosh R, Maxfield F. Les cellules microgliales intériorisent les agrégats de la protéine β-amyloïde de la maladie d'Alzheimer via un récepteur piégeur. Neurone. 1996;17:553–65.

Article CAS PubMed Google Scholar

Iliff JJ, Wang M, Liao Y, Plogg BA, Peng W, Gundersen GA, et al. Une voie paravasculaire facilite l'écoulement du LCR à travers le parenchyme cérébral et la clairance des solutés interstitiels, y compris l'amyloïde β. Sci Transl Med. 2012;4:147ra111–147ra111.

Vanlandewijck M, He L, Mäe MA, Andrae J, Ando K, Del Gaudio F, Nahar K, Lebouvier T, Laviña B, Gouveia L, Sun Y, Raschperger E, Räsänen M, Zarb Y, Mochizuki N, Keller A, Lendahl U, Betsholtz C. Un atlas moléculaire des types de cellules et de la zonation dans le système vasculaire cérébral. Nature. 2018 ;554 : 475–80.

Article CAS PubMed Google Scholar

[ PubMed ] Huang Y, Happonen KE, Burrola PG, O'Connor C, Hah N, Huang L, Nimmerjahn A, Lemke G. La microglie utilise les récepteurs TAM pour détecter et engloutir les plaques amyloïdes β. Nat Immunol. Rév. 2021;22:586–9

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Spangenberg EE, Lee RJ, Najafi AR, Rice RA, Elmore MRP, Blurton-Jones M, West BL, Green KN. L'élimination de la microglie chez les souris Alzheimer prévient la perte neuronale sans moduler la pathologie amyloïde-β. Cerveau. 2016;139:1265–81.

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Shabestari SK, Morabito S, Danhash EP, Mcquade A, Sanchez JR, Miyoshi E, Chadarevian JP, Claes C, Coburn MA, Hasselmann J, Hidalgo J, Tran KN, Martini AC, Rothermich WC, Pascual J, Head E, Hume DA , Pridans C, Davtyan H, Swarup V, Blurton-Jones M. L'absence de microglie favorise diverses pathologies et la létalité précoce chez les souris atteintes de la maladie d'Alzheimer. Représentant de cellule 2022;39:110961.

Article PubMed Central Google Scholar

Shi Y, Manis M, Long J, Wang K, Sullivan PM, Serrano JR, Hoyle R, Holtzman DM. La microglie entraîne une neurodégénérescence dépendante de l'APOE dans un modèle murin de tauopathie. J Exp Méd. 2019;216:2546–61.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Camacho J, Moliné T, Bonaterra-Pastra A, Cajal SRY, Martínez-Sáez E, Hernández-Guillamon M. Cerveau ApoA-I, ApoJ et ApoE immunodétection dans l'angiopathie amyloïde cérébrale. Neurol avant. 2019;10:1–12.

Article Google Scholar

Wojtas AM, Kang SS, Olley BM, Gatherer M, Shinohara M, Lozano PA, Liu CC, Kurti A, Baker KE, Dickson DW, Yue M, Petrucelli L, Bu G, Carare RO, Fryer JD. La perte de clustérine déplace le dépôt d'amyloïde vers le système vasculaire cérébral via la perturbation des voies de drainage périvasculaires. Proc Natl Acad Sci US A. 2017;114:E6962–71.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Abbott NJ, Rönnbäck L, Hansson E. Astrocyte - interactions endothéliales au niveau de la barrière hémato-encéphalique. Nat Rev Neurosci. 2006;7:41–53.

Article CAS PubMed Google Scholar

Sofronew MV. Barrières astrocytaires à l'inflammation neurotoxique. Nat Rev Neurosci. 2015;16:249–63.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hasel P, Rose IVL, Sadick JS, Kim RD, Liddelow SA. Sous-types d'astrocytes neuroinflammatoires dans le cerveau de souris. Nat Neurosci. 2021;24:1475–87.

Article CAS PubMed Google Scholar

Moftakhar P, Lynch MD, Pomakian JL, Vinters HV. Aquaporine Expression dans le cerveau de patients avec ou sans angiopathie amyloïde cérébrale. J Neuropathol Exp Neurol. 2010;69:1201–9.

Article CAS PubMed Google Scholar

Gratuze M, Jiang H, Wang C, Xiong M, Bao X, Holtzman D. L'anticorps APOE inhibe l'ensemencement et la propagation de Tau associé à Aβ dans un modèle de souris. Anne Neurol. 2022;91:847–52.

Article CAS PubMed Google Scholar

Huynh TPV, Liao F, Francis CM, Robinson GO, Serrano JR, Jiang H, Roh J, Finn MB, Sullivan PM, Esparza TJ, Stewart FR, Mahan TE, Ulrich JD, Cole T, Holtzman DM. Effets dépendants de l'âge de la réduction de l'apoE à l'aide d'oligonucléotides antisens dans un modèle de β-amylose. Neurone. 2017;96:1013–1023.e4.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Vitek MP, Christensen DJ, Wilcock D, Davis J, Van Nostrand WE, Li FQ, Colton CA. Les peptides mimétiques APOE réduisent les déficits comportementaux, les plaques et les enchevêtrements chez les transgéniques atteints de la maladie d'Alzheimer. Neurodégénère Dis. 2012;10:122–6.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Yamazaki Y, Zhao N, Caulfield TR, Liu CC, Bu G. Apolipoprotéine E et maladie d'Alzheimer : pathobiologie et stratégies de ciblage. Nat Rev Neurol. 2019;15:501–18.

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Montagne A, Nikolakopoulou AM, Huuskonen MT, Sagare AP, Lawson EJ, Lazic D, Rege SV, Grond A, Zuniga E, Barnes SR, Prince J, Sagare M, Hsu C, Ladu MJ, Jacobs RE, Zlokovic BV. L'APOE4 accélère les troubles vasculaires et neurodégénératifs de stade avancé chez les souris Alzheimer âgées via la cyclophiline A indépendamment de l'amyloïde-β. Vieillissement Nat. Rév. 2021;1:506–2

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

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Nous remercions R. Vassar d'avoir offert des souris 5XFAD (lignée 7031), l'Animal Surgery Core du Hope Center for Neurological Disorders pour les consultations sur les chirurgies de la souris, M. Miracle pour les scripts, J. Jankowsky pour le protocole d'immunofluorescence Aβ40, D. Seo pour consultations sur l'analyse morphologique des astrocytes et le Centre d'accès à la technologie du génome du Département de génétique de la faculté de médecine de l'Université de Washington pour l'analyse génomique.

Ce travail a été soutenu par les subventions NIH AG062027 (MX), RF1NS090934 (DMH), RF1AG047644 (DMH), R01 NS034467 (DMH), P01 AG078106 (DMH), la fondation BrightFocus A2018128F (CW) et A2020257F (MG), Cure Alzheimer's Fund (DMH) et la Fondation JPB (DMH). Les images numérisées sur le système de pathologie numérique Hamamatsu NanoZoomer sont une gracieuseté du laboratoire de neuro-imagerie Hope Center Alafi.

Monica Xiong, Chao Wang, Maud Gratuze ont contribué à parts égales.

Département de neurologie, Hope Center for Neurological Disorders, Knight Alzheimer's Disease Research Center, Washington University School of Medicine, St. Louis, MO, 63110, États-Unis

Monica Xiong, Maud Gratuze, Fareeha Saadi, Xin Bao, Megan E. Bosch, Choonghee Lee, Hong Jiang, Javier Remolina Serrano, Ernesto R. Gonzales, Michal Kipnis et David M. Holtzman

Division de la biologie et des sciences biomédicales (DBBS), École de médecine de l'Université de Washington, St. Louis, MO, 63110, États-Unis

Monica Xiong

Adresse actuelle : Genentech, 1 DNA Way, South San Francisco, CA, 94080, États-Unis

Monica Xiong

Institut des sciences et des maladies du cerveau, Université médicale de Chongqing, Chongqing, 400016, Chine

Chao Wang

Adresse actuelle : Institut de Neurophysiopathologie (INP UMR7051), CNRS, Aix-Marseille Université, Marseille, 13005, France

Maud Gratuze

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MX et DMH ont conçu et conçu l'étude. MX, CW, MG et DMH ont analysé les données. MX, CW et MG ont effectué la plupart des expériences, assistés de XB, FS, MEB, HJ, JRS, CL et MKCW, MX, XB et JRS ont effectué les injections de tamoxifène. FS a effectué l'analyse morphologique des astrocytes. MX et ERG ont réalisé l'étude de la fonction du vaisseau. MX et DMH ont rédigé le manuscrit avec la contribution de tous les coauteurs. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final.

Correspondance à David M. Holtzman.

N'est pas applicable.

N'est pas applicable.

MX est un employé de Genentech. DMH est en tant qu'inventeur d'un brevet concédé sous licence par l'Université de Washington à NextCure sur l'utilisation thérapeutique des anticorps anti-APOE. DMH a cofondé et fait partie du conseil consultatif scientifique de C2N Diagnostics. DMH est membre du conseil consultatif scientifique de Denali, Genentech et Cajal Neuroscience et consulte pour Alector. Tous les autres auteurs déclarent n'avoir aucun intérêt concurrent à divulguer.

Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

Aucune différence entre les sexes dans l'expression de l'ARNm d'APOE4 et les concentrations de protéines chez les souris avec ou sans expression de Cre. a, expression relative de l'ARNm de l'APOE normalisée à la bêta-actine dans le cortex. b, c, concentrations de protéines APOE solubles dans le PBS et solubles dans la guanidine-HCL ("insolubles") évaluées par ELISA à partir du cortex. Données exprimées en moyenne ± SD, ANOVA bidirectionnelle, test de comparaisons multiples de Sidak effectué pour toutes les analyses statistiques. Aucune comparaison statistique n'est significative sauf indication contraire.

Aucune différence de sexe dans la pathologie amyloïde ou Aβ chez les souris avec ou sans expression de Cre. a–c, coloration X34 pour les plaques fibrillaires/CAA avec pourcentage de couverture de la surface totale X34 (a), CAA (b) et plaques amyloïdes (c) dans le cortex recouvrant l'hippocampe de 10 mois 5X+AL- ou Souris 5X + AL + après élimination de l'APOE4 astrocytaire à l'âge de 2 mois. d – f, immunoréactivité Aβ (Aβ-IR) avec pourcentage de couverture de surface totale Aβ-IR (d), Aβ-IR vasculaire (e) et plaques (f) dans le cortex recouvrant l'hippocampe. Données exprimées en moyenne ± SD, ANOVA bidirectionnelle, test de comparaisons multiples de Sidak effectué pour toutes les analyses statistiques. Aucune comparaison statistique n'est significative sauf indication contraire.

Augmentation de la CAA et réduction des plaques amyloïdes dans le subiculum, mais aucun changement dans l'amyloïde globale. a–d, coloration X34 pour les plaques fibrillaires/CAA (a) avec un pourcentage de couverture totale de X34 (b), CAA (c) et des plaques amyloïdes (d) dans le sous-culum dorsal de 5X+AL- âgé de 10 mois ou souris 5X + AL + après élimination de l'APOE4 astrocytaire à l'âge de 2 mois. e, Proportion de CAA dans la coloration X34+ totale. Barre d'échelle : 300 µm. ∆ = hommes, ○ = femmes. Données exprimées en moyenne ± SD, test t de Student (bilatéral) effectué pour toutes les analyses statistiques sauf (b), où le test t de Welch a été effectué. **P < 0,01, ***P < 0,001. Aucune autre comparaison statistique n'est significative, sauf indication contraire.

Réduction induite par le tamoxifène de l'APOE4 astrocytaire dans les régions corticales avec et sans CAA/plaques. a, Images représentatives de X34 pour les plaques amyloïdes/CAA, APOE, astrocytes GFAP+ et microglie IBA1+. Pointe de flèche : APOE dans l'astrocyte. Flèche : APOE dans la microglie. Barre d'échelle : 50 µm. b, Pourcentage de couverture APOE dans les régions corticales avec CAA, plaques ou sans CAA/plaques. c, d, rapport de l'APOE dans les astrocytes GFAP + ( c ) ou IBA1 + ( d ) couverture de la zone de microglie normalisée à la charge CAA / plaque. ∆ = hommes, ○ = femmes. Données exprimées en moyenne ± SEM, test t de Student (bilatéral) effectué pour toutes les analyses statistiques sauf (b - pas de plaques, CAA, plaques), (c - pas de plaques, CAA, plaques) et (d - pas de plaques , CAA), où le test t de Welch a été effectué. *P < 0,05, **P < 0,01. Aucune autre comparaison statistique n'est significative, sauf indication contraire.

Aucun changement dans la couverture des astrocytes GFAP+ dans le subiculum. a, b, coloration GFAP pour les astrocytes (a) avec pourcentage de couverture de l'immunoréactivité totale du GFAP (b) dans le sous-culum dorsal de souris 5X + AL- ou 5X + AL + âgées de 10 mois après l'élimination de l'APOE4 astrocytaire à 2 mois -de l'âge. Barre d'échelle : 300 µm. ∆ = hommes, ○ = femmes. Données exprimées en moyenne ± SD, test t de Student (bilatéral) effectué pour toutes les analyses statistiques. Aucune comparaison statistique n'est significative sauf indication contraire.

Caractérisation des réponses morphologiques des astrocytes GFAP+ au CAA ou aux plaques. a, Reconstruction représentative des astrocytes GFAP + autour de CAA ou de plaques amyloïdes à l'aide de Simple Neurite Tracer. b–f, analyses morphologiques de GFAP + taille des astrocytes (analyse Convex Hull) (b), nombre de processus (c), longueur totale des processus (d), nombre de points de ramification (e) et longueur moyenne du processus (f). Barre d'échelle : 50 µm. ∆ = hommes, ○ = femmes. Données exprimées en moyenne ± SD, ANOVA bidirectionnelle, test de comparaisons multiples de Sidak effectué pour toutes les analyses statistiques. *P < 0,05, **P < 0,01. ***P < 0,001. Aucune autre comparaison statistique n'est significative, sauf indication contraire.

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Réimpressions et autorisations

Xiong, M., Wang, C., Gratuze, M. et al. L'élimination de l'APOE4 astrocytaire confère une protection cérébrovasculaire malgré une augmentation de l'angiopathie amyloïde cérébrale. Mol Neurodégénérescence 18, 17 (2023). https://doi.org/10.1186/s13024-023-00610-x

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Reçu : 01 septembre 2022

Accepté : 02 mars 2023

Publié: 16 mars 2023

DOI : https://doi.org/10.1186/s13024-023-00610-x

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